POMME 1 - 2 - 3

94 - Micro ZOOPLANCTON - Rosette

Abondance des ciliés | Nanoflagellés hétérotrophes (HNAN)


RESPONSABLE

France Van Wambeke LMM : Laboratoire de Microbiologie Marine, CNRS - UMR 6117

Campus de Luminy, case 907, 13 288 Marseille cedex 9, France

tel 04 91 82 90 49 - fax 04 91 82 90 51

e mail : wambeke@com.univ-mrs.fr

expérimentateur :

Hera Karayanni, Urania Christaki

urania@ncmr.gr
ikaragiannis@hotmail.com
Urania.Christaki@mren2.univ-littoral.fr ikaragiannis@hotmail.com


METHODES      d'ANALYSE

 

Hera Karayanni, Urania Christaki

 

Protocole de conservation et de comptage des ciliés

Prélèvement d'échantillon :

250 ml (POMME 1 et 2) et 200 ml (POMME 3) ont été prélevées pour 2 à 9 profondeurs entre 0 et 100 m. 500 ml d'échantillon ont été prélevées en dessous de 100 m et jusqu'à 1000 m pendant POMME 1, leg 1 et 2. En dessous de 200m, les ciliés ont été rares et l'échantillonnage n'a donc pas été poursuivi au-delà de cette profondeur lors des missions suivantes.

Fixation :

Les échantillons ont été fixés avec 0.4 % de lugol acide et stockés à 4 ° C au noir jusqu'à l'analyse au laboratoire. A certaines profondeurs des duplicats ont été prélevés et fixés soit avec 0.4 % lugol acide soit avec 2 % de formol boraté filtré sur 0.2 µm, ceci afin d'identifier les ciliés oligotriches mixotrophes.

Sédimentation - Dénombrement :

Après une première sédimentation pendant 2-3 jours au laboratoire, l'échantillon a été rapporté à un volume de 100 ml en aspirant le surnageant avec une pompe à basse pression, puis a été à nouveau sédimenté dans une cuve 'Utermohl' pendant 24 h au froid (4 ° C). Par la suite, les ciliés oligotriches et les tintinnides ont été dénombrés à l'aide d'un microscope inversé (Olympus AX70) à un grossissement x 400.

Biomasse  :

Pour calculer les biovolumes des oligotriches leurs peuplements sont séparés en fonction de six classes de taille : I (< 20µm), II (20 à 30 µm), III (31 à 50 µm), IV (51 75 µm), V (76 à 100 µm) et VI (> 100 µm). Les dimensions linéaires (longueur et diamètre) sont mesurés à l'aide d'un micromètre oculaire calibré au microscope et à une puissance X 400. Les biovolumes respectifs en µm 3 sont calculés en considérant une forme de sphère, d'ellipse ou de cône selon la forme des cellules. Les membranelles orales et les structures de cils ne sont pas prises au compte pour l'estimation de la géométrie des cellules (Stoecker et al., 1994). Les biovolumes des ciliés sont convertis en biomasse en utilisant les facteurs de conversion 0.19 pg C µm -3 (Putt et Stoecker, 1989) pour les échantillons fixés avec de la solution de Lugol.

 

Pour calculer les biovolumes des tintinnides, les dimensions linéaires (longueur et diamètre) des lorica sont mesurées. Ensuite, les équations géométriques appropriées selon la forme de la lorica sont utilisées. L'estimation de biomasse est calculée en supposant que le volume de la cellule est de l'ordre de 30 % du volume de la lorica (Gilron et Lynn, 1989, Bernard C., F. Rassoulzadegan 1993 ). Cependant on a observé que les petits tintinnides représentent au moins la moitié de volume de la lorica et nous avons donc adopté 50 % du volume de la lorica pour calculer le biovolume de ces cellules (Beers et Stewart, 1967, Tsuda et al., 1989). Les biovolumes des ciliés sont convertis en biomasse en utilisant les facteurs de conversion 0.19 pgC µm -3 comme pour les oligotriches.


Protocole de conservation et de comptage des nanoflagellés hétérotrophes

Prélèvement d'échantillon : Pour le dénombrement des nanoflagellés 20 à 40 ml d'eau de mer sont recueillis dans des flacons en polycarbonate. Les échantillons ont été prélevés pour 3 à 9 profondeurs entre 0 et 200 m.

Fixation :

Les échantillons sont fixés avec du glutaraldhehyde froid de qualité "microscopie électronique" (concentration finale 1% v/v). Les échantillons sont conservés à 4°C au noir jusqu'à la préparation des lames. Celle-ci est réalisée moins de 24 heures après la fixation. Pour la préparation des lames les échantillons sont filtrés à l'aide d'un filtreur Millipore 12 postes avec un vide inférieur à 20 mm de Hg sur des filtres Nuclepore noirs en polycarbonate de 0,6 m m de porosité nominale. Les acides nucléiques des flagellés sont colorés par ajout de DAPI (4 ¢ ,6 diamino-2-phenyl-indole, 2500 µg l -1 concentration finale). Les filtres sont montés entre lame et lamelle avec d'lhuile à immersion (Olympus UV FL nd = 1,404) et congelés à -20°C.

Dénombrement  :

Au laboratoire, les lames sont décongelées. Le comptage est fait à l'aide d'un microscope à épifluorescence Olympus PROVIS à un grossissement X1000. Les organismes contenant de la chlorophylle (excités sous lumière bleue) sont considérés autotrophes (Caron, 1983).

Biomasses  :

Pour l'estimation de la biomasse, les dimensions de 30 à 50 nanoflagellés d'un échantillon d'une profondeur moyenne (40 m) de chaque profil CTD des legs 2 sont mesurées au microscope à épifluorescence. Les biovolumes sont calculés en utilisant la forme de la sphère. Le facteur de conversion utilisé pour convertir le biovolume en biomasse est de 0,22 pg C µm -3 (Børsheim & Bratbak, 1987).


DESCRIPTIF des FICHIERS

Fichiers de données Ciliés -Tintinnides

Données validé au 15 09 2003

une feuille excel par Leg

P1L1, P1L2, P2L1, P2L2, P3L1, P3L2

colonnes : n° CTD, N° bouteille, profondeur, effectifs ciliés oligotriches (par litre), ciliés tintinnides (par litre), biomasses oligotriches (en µg l -1 ) et biomasses tintinnides (en µg l -1 ) Les pourcentages de mixotrophes indiquent, parmi l'ensemble des ciliés oligotriches (comptées au formol), ceux qui utilisent les chloroplastes de leur proie pour photosynthétiser.

Fichiers de données Nanoflagellés hétérotrophes (HNAN)

Données validées au 04 12 2003

Une feuille excel par Leg

P1L1, P1L2, P2L1, P2L2, P3L1, P3L2

Colonnes : n° CTD, N° bouteille, effectifs HNAN (par ml) et biomasses HNAN (en µg C l -1 ).